Translate

2016. július 21., csütörtök

Ökológiai monitorozás, állattani mintavételezés

Az élővilág megismerése nagy kihívás, ezért egy szűkebb helyre kell lokalizálnunk megfigyeléseinket. A megfigyelésekhez nélkülözhetetlenek a monitorozó eszközök, protokollok. A biológiai sokféleség feltárására, potenciális meglétének igazolására számos vizsgálati módszer közül választhatunk. A hosszú távú adatgyűjtés alapján, egy terület élővilágáról alkotott "kép" megbízhatóságát növelhetjük, ha az nagy számú, egymástól független megfigyelésekből szerveződik. A terepi kutatásban a vizsgált terület élővilága, mint alapsokaság szolgál a mintavételezéshez. Ekkor az alapsokaságból reprezentatív kisebb egységet (mintát) választunk ki, és vizsgálatainkat több részminta egyesítésével összegezzük. 
Az alábbi rövid leírásban néhány mintavételi módszert és eszközt mutatok be, egyfajta ötletbörzeként. Ezen eszközök némi beruházással, hosszú távon szolgálhatják megfigyelő munkánkat. A középiskolai környezetvédelem-vízgazdálkodás szakmaspecifikus tagozat gyakorlati órái , de akár biológia vagy természetismeret szakkörök jó lehetőséget teremtenek a vizsgálatok elvégzésére. A diákok "kutató" munkába történő bevonásával  nemcsak az érdeklődésüket lehet felkelteni, de még annak fontosságát is átélhetik, hogy amiben részt vesznek, az tudományos vagy természetvédelmi célokat szolgálhat.

Mintavételi módszerek
Homogén mintavételi területen alkalmazhatjuk a szabályos és a random (véletlenszerű) mintavételezést. Nem homogén területen, az irányított mintavételezést alkalmazzuk. Ekkor a mintavételi négyzeteket rétegesen, véletlenszerűen helyezzük el úgy, hogy a mintavételi területet részekre osztjuk és minden részből veszünk mintát.

Szabályos (A), véletlenszerű (B) és irányított (C) mintavétel
 
  Talajfauna mintavételezése
Avarrostálás és futtatás: Az avarrosta a talajfelszín, mohaszint, a fakéreg élőlényeinek gyűjtésére alkalmas eszköz. A 20 x 20 cm-es fémkeretre erősített vászonzsákba beletöltjük a lehullott növényi részeket és a törzsről lekapart mintát. A felső kerethez erősített szitán áthullanak a lyukbőségnél kisebb méretű élőlények. A zsák alul nyitható, a mintát fehér lepedőre borítjuk.

Avarrosta (B) és talajfúró (J) bolygatott mintavételhez

Tullgren-futtató: Egy tölcsért megtöltünk avarral és bolygatott talajmintával. Az üveg fenekére itatóspapírt helyezünk és beletesszük a tölcsért az üvegbe. Ráirányítjuk a tölcsérre az asztali lámpa fényét. A fény és a hő elől az állatok lefelé menekülnek.

Tullgren-futtató
Barber-csapdázás (talajcsapdázás): A földbe helyezett tejfölös pohár, széles szájú üveg (befőttes üveg), főleg az éjszaka, a felszínen, de akár a talajban mozgó ízeltlábúakat gyűjti össze. Kihelyezéskor cickányra is számíthatunk. Ajánlatos a csapdát kaviccsal alátámasztott fakéreggel, lapos kővel lefedni, ill. benne "csalianyagot" (hús, máj, sajt, almaszelet,...) elhelyezni. Érdemes többféle élőhelyet (zárt erdő, erdőszél, rét, vízpart) talajcsapdázni. A javasolt gyűjtési idő 1-3 hét, amellyel nagyszámú és fajgazdag mintát gyűjthetünk.

Kézi ásó és Barber-csapda


 Vízi életközösségek (makrogerinctelenek) mintavételezése

Kisvízfolyásokból, Bisel-vízminősítéshez: Az eredmények összehasonlíthatóságának érdekében, konzervatív módon, vagyis a vízfolyás ugyanazon pontjairól, ugyanazon időszakokban szükséges mintát venni. A 20-50 méternyi mintavételi területnek 10-20 méteres effektív szakaszán, 3-5 percig veszünk mintát, szabványos kézi hálóval (fémkeretre szerelt, kúpos kialakítású háló, nyéllel). Gumicsizmában vagy combcsizmában, a gázolható mélységű víz folyásirányának háttal állunk, a teljes keresztmetszetből, lehetőség szerint mind két partról veszünk mintát: meder felkavarásával, kövek, ágak átforgatásával, kaparásával, a vízi növényzet szárán, levelén végighúzzuk a hálót, a vízfelszínen sodródó állatokat a folyásiránnyal szemben összehálózzuk. A minta tartalmát szitasorozatra borítjuk, majd fehér tálcán, kézi nagyító alatt válogatjuk ki kézzel vagy műanyag csipesszel az állatokat. Az iszapból vett mintát többször átmossuk, ehhez teleszkópos vízmintavevővel merítünk a vízből.

Bisel-háló

Teleszkópos vízmintavevő

   Rovarok mintavételezése
Fűhálózás és rovarszippantó- mintavétel a gyepszintből: réteken, kaszálókon, füves legelőkön, erdei tisztásokon található virágos biotópok egyenesszárnyú rovarait gyűjthetjük be fűhálóval. A háló anyaga erősebb vászon, amelyet kör alakú keretre rögzítenek. Szélcsendes időjárás esetében, egyenes vonal mentén haladva, nyolcas ívekben 10-20 óvatos csapást végzünk. A hálóba került állatokat csipesszel vagy rovarszippantóval gyorsan a gyűjtőedénybe juttatjuk. A rovarszippantó kb. 10 cm hosszúságú, 2-2,5 cm átmérőjű üveg-vagy műanyag henger, amelyet parafadugóval zárunk le. A parafadugót átfúrjuk alumíniumcsővel, aminek a végére gumicsövet húzunk. A hengerben lévő végére finom szövésű hálót rögzítünk, hogy a felszippantott bogár ne kerüljön a szánkba. A mintavétel hatékonyságát befolyásolja a fű magassága, ezért figyelembe kell vennünk, hogy a gyep ne legyen túl alacsony, de túl magas (30 cm <) sem. A befogott állatokat lehetőség szerint a helyszínen, kézi mikroszkóp segítségével azonosítsuk, majd engedjük őket szabadon.

Rovarszippantó


Mintavétel a lombkoronából, motoros (D-vac) rovarszívóval: minden szintből, különféle élőhelyekről (szántóföld, gyepek, erdőszegélyek) hatékonyan, akár 300 km/óra szívási sebességgel gyűjti az ízeltlábúakat. A beszívó nyílás mérete 6-10 cm, amelyen keresztül az epigeikus (föld feletti, felszínen aktív), lombkoronában mozgó, vagy növényi szárakon aktív gerincteleneket gyűjthetünk. Alkalmas a pókfauna és szárazföldi ászkák kutatásában is. A szívócső 2, egymásba csúsztatott részből áll, közéjük finom szövésű hálót tesznek, szívózsáknak. Mivel a gyűjtés nem szelektív, a válogatás időigényével számolnunk kell.
 
Motoros rovarszívó


Kopogtatóernyőzés: olcsó és gyors módszer, amivel a lombkorona- és a cserjeszintből hatékonyan tudjuk gyűjteni az ízeltlábú faunát. A kopogtatóernyőt az ág alá helyezzük, az ágat egy bottal határozottan ütögetjük. A kupola alakú, alul nyitható vászonhálóból felcímkézett, mintavételi helyenként külön sorszámmal ellátott fiolákba rázzuk a rendek szerint szétválogatott ízeltlábúakat. A begyűjtött mintát sztereomikroszkóp alatt határozzuk.
 
Kopogtató ernyő használata

Lepkehálózás: nappali lepkéket finom vászonból készített, nyeles hálóval foghatunk. Sérülést okozhat a lepkék szárnyában, óvatosan kell őket kivenni a hálóból. A fotós dokumentálással károkozás nélkül tudunk adatokat gyűjteni egy terület lepkefaunájáról.

Lepkeháló

Fénycsapdázás: nyiladékban, erdőszéli tisztáson, két fa (ezek hiányában a földbe szúrt magas lécek) közé nagyméretű lepedőt vízszintesen és függőlegesen is kifeszítünk. UV- lámpa fényével (amelynek működtetéséhez az áramot generátor szolgáltatja) csalogatjuk az éjszaka aktív lepkéket, egyéb rovarokat. Minél nagyobb a kontraszt, annál több minta gyűjthető.

Éjszakai lepkék és rovarok fénycsapdázása



Feromoncsapdázás: ölőszert nélkülöző, környezetbarát csapdázás, amikor a rovarokat a saját, fajtársfelismerésre vagy szexuális csalogatásra hivatott illatanyagukat tartalmazó gyűjtőedényben fogjuk fel.
 
Feromoncsapda

Csalétkes varsacsapda: fordított tölcséren keresztül csalogatják be a rovarokat- pl. legyeket, darazsakat, lepkéket, amelyek nem tudnak kiszabadulni a hálóból. Csalinak a legyek esetében dögöt, lepkéknél rothadó gyümölcsöt használhatunk.
Darázs- és légyvarsa

Egyedi jelölés-visszafogás: nagyobb testű fajoknál, szöcskéknél, sáskáknál, poloskáknál, lepkehernyóknál és egyes ritka fajoknál (pl. magyar futrinka) alkalmazzák. Az állatokat sértetlenül kell jelölni, úgy, hogy annak mozgását, élettevékenységét ne akadályozzuk. Fontos, hogy ne legyen túl feltűnő a jelölő anyag, hogy az állat továbbra is rejtőszínű maradhasson. Figyelembe kell venni, hogy pl. vedlés után is megmaradjon a jelölés.


 Kétéltűek mintavételezése

     Általános előírás az, hogy a faj ismert élőhelyein, nemzeti parkonként 2 élőhelyet monitorozzunk, 2 időszakban (pl. kora tavaszi -nász- időszak, nyár végi-ősz eleji időszak, frissen átalakult egyedek számbavételéhez), évente 5 alkalommal.

Vizuális számlálás egyenes transzekt mentén, úttest, vízpart mentén, nagyobb terület esetében a terület közepétől kifelé távolodva, bolyongásos módszerrel kutatjuk át a területet és számoljuk össze az egyedeket. A mintaterületre felszorozva populációméretet is becsülhetünk. 
Útmenti számlálással az elütött példányokat mérhetjük fel.
 
Akusztikus: hang alapján számoljuk az egyedeket. Az esti békakórus megnehezíti az egyedek pontos számlálását, ekkor becsülni tudjuk a példányok számát. Vöröshasú unka, zöld varangy populációja naplemente után, éjszakai lámpázással kiegészítve mérhető fel.

Petecsomószámlálás:erdei békánál, gyepi békánál és mocsári békánál alkalmazható módszer. Az állandó. mélyvizű tavak partvonala mentén, 2 db 50 méteres, bejárható szakaszon, 5-10 méteres látótávolságban számoljuk össze a petecsomókat. Sekély, időszakos vizekben óvatosan, kígyózó vonal mentén lépegetünk a vízi növények között, a víztest közepe felé majd vissza, miközben összeszámoljuk a petecsomókat.
 
Rana sp. petecsomó

Elevenfogó csapdázás (vödör leásás és terelőkerítés kihelyezése) tavaszi békavándorlásnál a legeredményesebb, amikor a téli álmukból felébredt békák elindulnak a peterakó hely (víz) felé. Amennyiben a két élőhelyet úttest választja el, akkor békamentésbe kapcsolódtunk be. Ismeretlen területeken úgy mintavételezhetjük a békafajokat, hogy a tavat körülhatároljuk a kerítéssel és elé ásott kisebb gödrökbe helyezzük a vödröket, amelyekbe a békák belepotyognak és nem tudnak kiugrani.

Békaterelő háló, leásott vödrökkel, mint csapdákkal

Palackcsapdázás: elsősorban a dunai tarajos gőte csapdázására április elejétől május közepéig, a szabvány alapján a potenciális lelőhelyek előzetes feltérképezését követően-  legalább 2db, 50 méteres szakaszt jelölünk ki, ahol 20-20 db csapdát helyezünk ki sötétedés előtt. A palackokat 45 fokos szögben átfúrjuk egy pálcával, majd a gázolható mélységű vízben úgy helyezzük el, hogy a tetejükben maradjon levegő. A pálcákat az iszapba szúrjuk, felső végüket jelöljük, hogy megkönnyítse észrevételüket a begyűjtés során. A vízi növényzet között, egymástól 1 méteres távolságokban helyezzük el a csapdákat. Ellenőrzésükre másnap reggel, legfeljebb 12 órán belül kerüljön sor.

Palackcsapda gőték gyűjtéséhez


Ujjperc levágás: a sárgahasú unka – vöröshasú unka niche átfedésének, valamint nagy tavibéka – kis tavibéka hibridizációjának vizsgálatában az utódokból DNS mintát csonkolással nyerhetünk. A levágott lábujjperceket megfelelő tartósítószerrel megtöltött, jól záródó Eppendorf-csövekben, fagyasztott állapotban kell tárolni a feldolgozásig.

   Hüllők mintavételezése
Vizuális: egyenes transzekt mentén, vagy random útvonalon folyamatosan haladva összeszámoljuk az egyedeket. A monitorozás intenzitását korlátozhatja egyes fajok fokozottan védett státusza. A fali gyíkoknál az egyedeket -az aktivitásukból adódóan- gyorsan számoljuk össze. Mivel a hímek és a nőstények viszonylag könnyen megkülönböztethetők, ezért ivararányt is meg tudunk adni nemcsak a fali gyíkok, hanem a fürge gyíkok, zöld gyíkok esetében is. Az év hüllője, a kockás sikló monitorozására készült protokoll alapján a mintavételi transzekt legalább 250 m hosszú, (javasolt az 1000 m) és 2-4 m széles. Megfigyelési időszaknak a tavaszi és őszi időszakot javasolják, 2-2 alkalommal, vagy a kora délelőtti órákban, vagy a késő délutáni órákban.

Jeladó (rádiótelemetria) pl. rákosi vipera, haragos sikló testébe ültetett kis jeladó készülékkel nemcsak egyedi jelölést érhetünk el, hanem az állat búvóhelyéről, telelőhelyéről, életmenetéről is gyűjthetünk információkat.

Varsa (teknős): teknősök napozóhelye (pl. a víz fölé hajló faág, vízen úszó farönk) alá helyezik a vízben. Amikor a teknős megriad, beleveti magát a vízbe és a varsából nem tud kiszabadulni. Idegenhonos fajok (ékszerteknősök) eltávolítására hatékony eljárás.

Teknős varsa
Madarak mintavételezése
Élvefogó csapda (létrás, csapóhálós): urbanizálódó fajok, főként a dolmányos varjú, szarka esetében használják.

Vizuális megfigyelés, egyedszámlálás: Fészkelő, vonuló, telelő madarak monitorozása javasolt.Nnagyobb léptékben végezhető, javasolt UTM négyzet nagyság 2,5 x 2,5 km, amelyen belül random módon, 100 méteres sugarú körben végezzük el a számlálást.

Pont -és vonalszámlálás, távolságbecsléssel: kétszeri pontszámlálás módszerét alkalmazva, az egyes pontokon 5 percet töltünk és megszámoljuk az egyedeket. Javasolt időszak április 15-május 10, illetve május 11-június 10. között. 

Revír térképezés: nélkülözhetetlen a fajok hang alapján való azonosítása, és nagy területek lévén, az önkéntesek bevonása.

Befogás-jelölés-visszafogás: állandó hálókifeszítéssel sok adat gyűjthető, lokális, szakértelmet igényel, gyűrűző vizsgát kell tenni.


   Emlősök mintavételezése
Rádiótelemetria: A befogott állatra rádióadót rögzítenek, amelynek mozgását egy vevőkészülékhez szerelt jelfogó antenna segítségével követnek. Fokozottan védett fajoknál (pl. denevéreknél) gyakori módszer, de a vadállomány, sőt a nagyragadozók nyomonkövetésében is használják. A módszerrel az állatok által használt territórium nagyságáról kaphatunk információt.
 
Rádiótelemetriás monitorozás eszközei: jeladó nyakörv, jelfogó antenna, vevőegység


Jelölés-visszafogás: erdei denevérek esetében, a függönyhálózás, gyűrűzés szolgál faunisztikai adatokkal. A peléknél egyedi jelölést is alkalmaznak, az állat bundájára foszforeszkáló festéket kennek.

Odútelep ellenőrzés: jól bevált módszer, a madarak számára kihelyezett mesterséges költőodúk őszi ellenőrzése. Ekkor a kötelező odútakarítás során kerülhetnek elő más albérlők, mint pl. a mogyorós pelék.

Vizuális és akusztikus észlelés: rendszeres terepi bejárással végzett fajazonosítás és egyedszámlálás, a módszer hatékonyságának növeléséhez több megfigyelő személyre van szükség, akár a kérdőíves bevonásuk által.

Elevenfogó csapdázás: Az előírásoknak megfelelően, ma már szelektív, élvefogó csapdákat alkalmaznak. A csapdával szembeni elvárás: az állaton ne okozzon sérülést, minél kevesebb stressznek legyen kitéve a befogott állat, könnyen csalizható legyen, kezelőjének nyújtson sikerélményt. A ragadozókat csonttal, szaganyaggal, a rágcsálókat almával, napraforgó maggal lehet csalogatni. A ládacsapdákat sötétedés előtt helyezik ki, egymástól 10-20-30 méternyi távolságban, talajon mozgók számára sűrű növényzettel körülvett fák tövébe, bokrok alá, pelék számára a lombkoronába, ágvillákba. A legkisebb mintázandó terület 1 x 1 km, ahol 50 db kisemlős csapdával sikereket érhetünk el. A mintavétel ideje szabvány szerint, területenként 4 nap alkalmanként (pl. havonta).
 
Élvefogó csapóajtós kisemlőscsapda
Lyuk-és túrásszámlálás
A populációnagyság és a mozgáskörzet becslésére alkalmas módszer, amit a nyugati földikutya, közönséges vakond, közönséges kószapocok esetében alkalmazhatunk. Május elejétől október végéig, havonta egy alkalommal, 50 x 50 méteres területen javasolt a mintavétel. Az élőhely ismerete alapján nem nyerhetünk teljes bizonyosságot a faj kilétéről, ezért a túrások morfológiai bélyegeinek megfigyelésével javasolt kiegészíteni a mintavételezést. Ez magában foglalja a túrások sűrűségének megállapításán túl, a túrások átmérőjének, magasságának, egymástól mért távolságának, talajrészecske és növényi összetevőinek vizsgálatát.

Kameracsapdázás: napjainkban széleskörűen alkalmazott eljárás a vadállatok kamerával való megfigyelése és rögzítése. Ehhez a készülékbe beépített infravörös lámpa nyújt segítséget, ami a mozgást érzékelve bekapcsol és elindítja felvételt. Kihelyezéséhez érdemes előzetesen felkutatni a csapásokat, kotorékokat, szükség esetén pedig élelem- és szaganyagcsalival járhatunk el sikeresen. Sok esetben a célfajokon  kívül, egyéb állatok jelenlétéről is a vadkamerának köszönhetően szerezhetünk tudomást.

Fatörzsre rögzített vadkamera

Szőrcsapdázás: egy terület feltételezett fajairól gyűjthetünk faunisztikai adatokat. PVC-csőből 20 cm-es darabokat vágunk le, felső oldalukon két nyílást vágunk, amiket kétoldalú ragasztócsíkkal fedünk. A csalit elhelyezzük bennük, majd a talajon, fák tövébe, sűrűbb növényzet közé rejtjük a csapdákat, 10-20 méterenként. Miközben a kisemlősök áthalad a csapdán, hátáról néhány fedőszőrszál ragad a csapdába. A szőrszálak határozását bízzuk szakemberre!
 
Apró rágcsáló számára kihelyezett szőrcsapda

Az itt bemutatott ökológiai mintavételezési, monitorozási eljárásokkal remélhetőleg sikerült a fiatalok érdeklődését felkelteni, hogy a későbbiekben ők maguk is kutatóivá válhassanak környezetük élővilágának.

Szakirodalom

Boldog Gusztáv: Talajlakó emlősök túrásmorfológiai vizsgálata, különös tekintettel a nyugati földikutya (Spalax leucodon) természetvédelmi monitorozására, Crisicum 6. pp. 199-211.
Eötvös Loránd Tudományegyetem Természettudományi Kar, Környezettudományi terepgyakorlat 2012.
Brankovits Dávid, Halpern Bálint,  Vidéki Róbert, Katona Krisztián, Szövényi Gergely: A rákosi vipera (Vipera ursinii rakosiensis MÉHELY, 1893) egyes kiskunsági élőhelyeinek monitorozása és minőségi elemzése a vizsgált jellemzők alapján, Állattani Közlemények  (2010) 95(2): 311–325.
Dr. Csányi Béla, Szekeres József, Zagyva Andrea, Dr. Várbíró Gábor:Vízi makrogerinctelen módszertani útmutató (Bp., 2012.)

Csorba Gábor, Pecsenye Katalin: Emlősök és a genetikai sokféleség monitorozása (Magyar Természettudományi Múzeum, 1997.), Nemzeti Biodiverzitás-Monitorozó Rendszer X.
Dr. Fűköh Levente: Földessy Mariann Gyűjteménykezelési alapismeretek, gyűjtés- és preparálástechnikák (múzeumi preparátorképzéshez) elektronikus jegyzetének felhasználásával (Alkalmazott muzeológia, MTM Mátra Múzeuma)
Dr. Gyüre Péter: Állatpreparálás (ppt, Debreceni Egyetem Mezőgazdaságtudományi Kar)
Halpern Bálint, Konrad Mebert: Terepi felmérési protokoll a kockás sikló (Natrix tessellata) állományainak monitorozására (Természetvédelmi Információs Rendszer, 2016.)
Hecker Kristóf, Bakó Botond, Csorba Gábor: Új adatok a magyarországi pelefajok (Gliridae) elterjedéséhez (ÁLLATTANI KÖZLEMÉNYEK (2003) 88(2): 57–67.)
H. Battha Lívia, Horvatovich Sándor: Növények és rovarok preparálása (Natura, Budapest, 1978.)
Dr. Horváth Győző: Országos szintű bagolyköpet gyűjtésekre alapozott kisemlős monitorozás (Módosított protokoll, Pécs, 2004) 
NBmR Központi protokoll, Kétéltűek és hüllők (Természetvédelmi Információs Rendszer, 2011.)
Simon Edina: Környezeti terhelés vizsgálata egyedi elemtartalom alapján (PhD értekezés, DE, 2010.)
Tóth Mihály, Simigla Szilvia és Puky Miklós: Vonalas létesítmények és élővilág: kapcsolatok, megoldások, monitoring (Szimpózium, Bp., 2013)

Szabó-Debnár Zsuzsanna, Nagy Dávid: Preparálási és mintavételi módszerek az ökológiában (Debreceni Egyetem, 2015, http://docplayer.hu/19922220-Preparalasi-es-mintaveteli-modszerek-az-okologiaban.html)

 Dr. Szép Tibor, Dr. Margóczi Katalin, Dr. Tóth Albert: Biodiverzitás Monitorozás (TÁMOP – 4.1.2-08/1/A, 2011.)
Urák István, Samu Ferenc, Máthé István, Balog Adalbert: Arachnológiai (Arachnida: Araneae) kutatások a Mohos-tőzeglápban 
 

Nincsenek megjegyzések:

Megjegyzés küldése

Címkék

Acrida ungarica acsa aeolosoma ágascsápú rákok alacsonyrendű rákok állati szövetek Alsó-Zsíros-hegy Artemia ártér árvalányhaj avarrostálás ázalékállatkák Bakony baktériumok barna varangy béka bőr bikapók biocid biodiverzitás bioindikáció biológiai sokféleség birding.hu Bisel boglárkalepkék Börzsöny Börzsöny Alapítvány Breuer László Természetvédelmi Oktatóközpont Budai-hegység Budapest busalepkék Ciliata civil Cladocera Copepoda csapdázás csíkos medvelepke csillós egysejtűek csörgő réce csupasz levéllábú rákok csuszka darázs darázspók Dileptus Dinnyési Fertő Dolomedes fimbriatus Duna-Ipoly Nemzeti Park egerészölyv élőhely Eötvös Loránd Szakközépiskola Eötvös Loránd Szakközépiskola és Szakiskola Epipactis microphylla erdei szürkebegy Eresus cinnaberinus Erzsébet-ér eszmei érték Európa Diploma evezőlábú rákok fecskevédelem fehérlepkék fekete harkály fekete kökörcsin férgek fonalféreg fotópályázat fotózás fűháló füstifecske füzike gastrotricha gyíkok Gyöngybagolyvédelmi Alapítvány gyurgyalag hámszövet hangyaleső havasi cincér helyi védett terület herpetológia herptérkép Hesperidae hüllők idegszövet imádkozó sáska imidakloprid indikátor inváziós fajok István király-szegfű Iszkaszentgyörgy ivari dimorfizmus izlandi tanulmányút izomszövet kacsafarkú szender kagylósrákok kannibalizmus kétéltűek kettéosztódás kikeleti hóvirág kirándulás kisemlősök Kiserdő kislevelű nőszőfű kopogtató ernyő Kőasztal kötőszövet közgyűrű közönséges erdeiegér kuszma kvadrát Lacerta viridis laposférgek lepkék ligeti csillagvirág Lycaenidae Macroglossum stellatarum madarak Madarak és Fák Napja Madárdal tanösvény madárhangok Magyar Madártani és Természetvédelmi Egyesület Börzsönyi Helyi Csoportja makró makrogerinctelenek Mantis religiosa Margitsziget Márianosztra medveállatka Merzse-mocsár metszet mikroszkóp mintavétel MME molnárfecske monitorozás Nádas-tó nádirigó Nagy-Szénás nappali lepkék Natura 2000 nematoda nemi kétalakúság nemzeti park nyerges szöcske Nymphalidae orchideák Ostracoda ökológia őszapó Pangea Kulturális és Környezetvédelmi Egyesület Papilionidae papucsállatka Paramecium pedagógia Pesterzsébet Pieridae pilisi len pillangók pirók erdeiegér pókok pompás útonálló predátor preparátum projekt Protozoa rablólégy rádiótelemetria ragadozó rágcsálók Ramsar Regulus regulus rotaria rovarcsapda rovarirtó szer rovarok sárgafejű királyka sárganyakú erdeiegér Satyridae sikló sisakos sáska slide show Spermophilus citellus szajkó szaporodás szegélyes vidrapók szemeslepkék szent íbisz szennyvíz szitakötő szitakötők Szociális Foglalkoztató szövettan talajcsapdázás tanösvény tardigrada tarkalepkék Tata tavasz tél téli madáretetés téltemető természetességmérés természetfotók természeti értékek természetvédelem Than Károly Ökoiskola törpegém tövisszúró gébics túra ugrópók Újtelepi Parkerdő ürge Vác Váci Ártéri Tanösvény védett fajok védetté nyilvánítás véglények videók Virágos-nyereg Vizes Élőhelyek vízi madarak vízi parányok Vorticella vörösbegy Vöröskővár zöld gyík zsákmányszerzés
Hiba történt a modul működésében

Translate